Informasjon

30.5A: Meristemer - biologi

30.5A: Meristemer - biologi



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

LÆRINGSMÅL

  • Diskuter attributtene til meristemvev og dets rolle i planteutvikling og vekst

Den voksne kroppen til karplanter er et resultat av meristematisk aktivitet. Plantemeristemer er sentre for mitotisk celledeling, og består av en gruppe udifferensierte selvfornyende stamceller som de fleste plantestrukturer oppstår fra. Meristematiske celler er også ansvarlige for å holde planten voksen. Shoot Apical Meristem (SAM) gir opphav til organer som blader og blomster, mens Root Apical Meristem (RAM) gir meristematiske celler for fremtidig rotvekst. Cellene i skyte- og rotapikale meristemer deler seg raskt og anses å være ubestemte, noe som betyr at de ikke har noen definert sluttskjebne. Sånn sett blir de meristematiske cellene ofte sammenlignet med stamcellene hos dyr, som har en analog oppførsel og funksjon.

Meristemvev og planteutvikling

Meristematisk vev er celler eller grupper av celler som har evnen til å dele seg. Disse vevene i en plante består av små, tett pakket celler som kan fortsette å dele seg for å danne nye celler. Meristematisk vev er preget av små celler, tynne cellevegger, store cellekjerner, fraværende eller små vakuoler og ingen intercellulære mellomrom.

Meristematisk vev finnes mange steder, inkludert nær tuppen av røtter og stilker (apikale meristemer), i knoppene og knutene til stilkene, i kambiumet mellom xylem og floem i dikotyledonøse trær og busker, under epidermis av tobladede trær og busker (korkkambium), og i rotens pericycle, som produserer grenerøtter. De to typene meristemer er primære meristemer og sekundære meristemer.

Meristem soner

Det apikale meristemet, også kjent som "voksende spiss", er et udifferensiert meristematisk vev som finnes i knoppene og voksende spisser av røtter i planter. Hovedfunksjonen er å utløse vekst av nye celler i unge frøplanter på tuppen av røtter og skudd og knopper. Apikale meristemer er organisert i fire soner: (1) den sentrale sonen, (2) den perifere sonen, (3) den medullære meristemen og (3) den medullære vevet.

Den sentrale sonen ligger på meristemtoppmøtet, hvor en liten gruppe med langsomt delende celler kan bli funnet. Celler i denne sonen har en stamcellefunksjon og er avgjørende for meristemvedlikehold. Sprednings- og veksthastighetene ved toppmøtet i meristem skiller seg vanligvis betydelig fra dem i periferien. Rundt den sentrale sonen er perifer sonen. Frekvensen for celledeling i perifer sonen er høyere enn den i den sentrale sonen. Perifere soneceller gir opphav til celler som bidrar til plantens organer, inkludert blader, blomsterstand meristemer og blomstermeristemer.

Et aktivt apisk meristem legger ned en voksende rot eller skyter bak seg selv og presser seg selv fremover. De er veldig små sammenlignet med de sylinderformede laterale meristemene, og består av flere lag, som varierer etter plantetype. Det ytterste laget kalles tunica, mens de innerste lagene kumulativt kalles corpus.

Viktige punkter

  • Mitotisk celledeling skjer i plante meristemer, som er sammensatt av en gruppe selvfornyende stamceller som de fleste plantestrukturer kommer fra.
  • Cellene i skyte- og rotapikale meristemer deler seg raskt og er "ubestemte", noe som betyr at de ikke er designet for et bestemt sluttmål.
  • Shoot Apical Meristem (SAM) gir opphav til organer som blader og blomster, mens Root Apical Meristem (RAM) gir celler for fremtidig rotvekst.
  • Meristematisk vev har en rekke definerende funksjoner, inkludert små celler, tynne cellevegger, store cellekjerner, fraværende eller små vakuoler og ingen intercellulære mellomrom.
  • Det apikale meristemet (den voksende spissen) fungerer for å utløse vekst av nye celler i unge frøplanter ved tuppen av røtter og skudd og dannende knopper.
  • Det apikale meristemet er organisert i fire meristematiske soner: (1) sentral sone, (2) perifer sone, (3) medullært meristem og (3) medullært vev.

Nøkkelord

  • meristem: plantevevet sammensatt av totipotente celler som tillater plantevekst
  • udifferensiert: beskriver vev der de enkelte cellene ennå ikke har utviklet modne eller kjennetegn, eller beskriver embryonale organismer der organene ikke kan identifiseres
  • apisk: som ligger på plantens voksende spiss eller dens røtter, i sammenligning med vekst mellom kalser som ligger mellom soner med permanent vev

Biologi

Du kan ta en måneds gratis prøveperiode for alle InThinking nettsted hvis du verken har hatt et betalt abonnement eller en gratis prøveperiode for det emnet de siste to årene.

Våre lærersider inkluderer INTEGRERT STUDENTTILGANG som lar deg sette oppgaver og gi tilbakemelding på nettet. Studenttilgang er enkel å sette opp, du kan angi lesing, skriving, diskusjon og flervalgsoppgaver, og du kan spore elevens fremgang.

Vi beklager at våre gratis prøveperioder kun er tilgjengelig for IB -skoler.

Logg Inn


Tilgangsalternativer

Få full journaltilgang i 1 år

Alle priser er NETTO -priser.
MVA blir lagt til senere i kassen.
Skatteberegningen vil bli fullført under kassen.

Få tidsbegrenset eller full artikkeltilgang på ReadCube.

Alle priser er NETTO -priser.


Irish, V. F. & amp Sussex, I. M. Et skjebnekart over Arabidopsis embryonisk skyte apisk meristem. Utvikling 115, 745–753 (1992).

Park, S. J., Eshed, Y. & amp Lippman, Z. B. Meristem modning og blomsterstand arkitektur-leksjoner fra Solanaceae. Curr. Opin. Plant Biol. 17, 70–71 (2014).

MacAlister, C. A. et al. Synkronisering av blomstringsovergangen med tomaten SLUTTENDE BLOMST genet. Nat. Genet. 44, 1393–1398 (2012).

Xu, C., Park, S. J., Van Eck, J. & amp Lippman, Z. B. Kontroll av blomsterstandsarkitektur i tomat av BTB/POZ transkripsjonelle regulatorer. Gener Dev. 30, 2048–2061 (2016).

Iyer, L. M. & amp. Biol. Direkte 7, 39 (2012).

Lippman, Z. B. et al. Fremstilling av en sammensatt blomsterstand i tomat og relaterte nattskjermer. PLoS Biol. 6, 2424–2435 (2008).

Lei, Y., Su, S., He, L., Hu, X. & amp Luo, D. Et medlem av ALOG -genfamilien har en ny rolle i å regulere nodulasjon i Lotus japonicus. J. Integr. Plant Biol. 61, 463–477 (2019).

Takeda, S. et al. KUPPFORMET COTYLEDON1 transkripsjonsfaktor aktiverer ekspresjonen av LSH4 og LSH3, to medlemmer av ALOG-genfamilien, i skyteorgangrenseceller. Plant J. 66, 1066–1077 (2011).

Zhao, L. et al. Overuttrykk av LSH1, medlem av en ikke -karakterisert genfamilie, forårsaker forbedret lysregulering av frøplanteutvikling. Plant J. 37, 694–706 (2004).

Yoshida, A., Suzaki, T., Tanaka, W. & amp; Hirano, H.-Y. Det homeotiske genet long sterile lemma (G1) spesifiserer steril lemmaidentitet i rispikelet. Proc. Natl Acad. Sci. USA 106, 20103–20108 (2009).

Cho, E. & amp; Zambryski, P. C. ORGAN BOUNDARY1 definerer et gen uttrykt ved krysset mellom det skyte -apikale meristemet og laterale organer. Proc. Natl Acad. Sci. USA 108, 2154–2159 (2011).

Sato, D.-S., Ohmori, Y., Nagashima, H., Toriba, T. & amp. Hirano, H.-Y. En rolle for TRIANGULAR HULL1 i finjustering av spikelet-morfogenese i ris. Gener Genet. Syst. 89, 61–69 (2014).

Naramoto, S. et al. En bevart reguleringsmekanisme formidler den konvergente utviklingen av planteskudds laterale organer. PLoS Biol. 17, e3000560 (2019).

Yoshida, A. et al. TAWAWA1, en regulator for risblomstringsarkitektur, fungerer gjennom undertrykkelse av meristem faseovergang. Proc. Natl Acad Sci. USA 110, 767–772 (2013).

Chen, F. et al. Genom-identifisering og karakterisering av ALOG-genfamilien i Petunia. BMC Plant Biol. 19, 600 (2019).

Owusu-Ansah, E. & amp Banerjee, U. Reaktive oksygenarter prime Drosophila hematopoietiske forfedre for differensiering. Natur 461, 537–541 (2009).

Morimoto, H. et al. ROS er nødvendig for selvfornyelse av musens spermatogoniale stamceller. Celle stamcelle. 12, 774–786 (2013).

Zeng, J., Dong, Z., Wu, H., Tian, ​​Z. & amp Zhao, Z. Redox regulering av plantestamcelles skjebne. EMBO J. 36, 2844–2855 (2017).

Tsukagoshi, H., Busch, W. & amp Benfey, P. N. Transkripsjonell regulering av ROS kontrollerer overgangen fra spredning til differensiering i roten. Celle 143, 606–616 (2010).

Yang, S. et al. ROS: finjusteringen av plantestamcellens skjebne. Trender Plant Sci. 23, 850–853 (2018).

Rampon, C., Volovitch, M., Joliot, A. & amp Vriz, S. Hydrogenperoksid og redoksregulering av utviklingen. Antioksidanter 7, 159 (2018).

Sies, H. & amp; Jones, DP Reaktive oksygenarter (ROS) som pleiotrope fysiologiske signalmidler. Nat. Prest Mol. Cell Biol. 21, 363–383 (2020).

Foyer, C. H. & amp Noctor, G. Redox homeostase og signalering i en høyere CO2 verden. Annu. Rev. Plant Biol. 71, 157–182 (2020).

Paulsen, C. E. & amp Carroll, K. S. Orkestrerer redoks -signalnettverk gjennom regulatoriske cysteinbrytere. ACS Chem. Biol. 5, 47–62 (2010).

Poole, L. B. Grunnleggende om tioler og cystein i redoksbiologi og kjemi. Gratis radikk. Biol. Med. 80, 148–157 (2015).

Zeida, A. et al. Katalyse av peroksydreduksjon ved hurtigreagerende proteintioler. Chem. Rev. 119, 10829–10855 (2019).

Banani, S. F., Lee, H. O., Hyman, A. A. & amp; Rosen, M. K. Biomolekylære kondensater: arrangører av cellulær biokjemi. Nat. Prest Mol. Cell Biol. 18, 285–298 (2017).

Shin, Y. & Brangwynne, C. P. Kondensasjon i flytende fase i cellefysiologi og sykdom. Vitenskap 357, eaaf4382 (2017).

Kroschwald, S. et al. Ulike materialtilstander i Pub1 -kondensater definerer forskjellige former for stresstilpasning og gjenoppretting. Cell Rep. 23, 3327–3339 (2018).

Franzmann, T. M. et al. Faseseparering av et gjærprionprotein fremmer mobil kondisjon. Vitenskap 359, eaao5654 (2018).

Riback, J. A. et al. Stressutløst faseseparasjon er en adaptiv, evolusjonært innstilt respons. Celle 168, 1028–1040.e19 (2017).

Kato, M. et al. Redoks-tilstand kontrollerer faseseparasjon av gjær Ataxin-2-proteinet via reversibel oksidasjon av dets metioninrike lavkompleksdomene. Celle 177, 711–721.e8 (2019).

Yang, Y. S. et al. Gjær Ataxin-2 danner et intracellulært kondensat som kreves for hemming av TORC1-signalering under respiratorisk vekst. Celle 177, 697–710.e17 (2019).

Zhang, G., Wang, Z., Du, Z. & amp Zhang, H. mTOR regulerer faseseparering av PGL -granulat for å modulere deres autofagiske nedbrytning. Celle 174, 1492–1506.e22 (2018).

Wu, X., Cai, Q., Feng, Z. & amp Zhang, M. Væske -væskefaseseparasjon i nevronutvikling og synaptisk signalering. Dev. Celle 55, 18–29 (2020).

Dunand, C., Crèvecoeur, M. & amp Penel, C. Fordeling av superoksid og hydrogenperoksid i Arabidopsis rot og deres innflytelse på rotutvikling: mulig interaksjon med peroksidaser. N. Phytol. 174, 332–341 (2007).

Park, S. J., Jiang, K., Schatz, M. C. & amp Lippman, Z. B. Rate for meristem modning bestemmer blomsterstandsarkitektur i tomat. Proc. Natl Acad. Sci. USA 109, 639–644 (2012).

Doussiere, J. & amp; Vignais, P. V. Difenylenjodonium som en hemmer av NADPH -oksidasekomplekset av storfe nøytrofile. Faktorer som styrer den hemmende styrken til difenylenjodonium i et cellefritt system med oksidaseaktivering. Eur. J. Biochem. 208, 61–71 (1992).

Chen, X. et al. Apoplast H2O2 spiller en kritisk rolle i utveksten av aksillær knopp ved å endre auxin og cytokinin homeostase i tomatplanter. N. Phytol. 211, 1266–1278 (2016).

Mei, Y., Chen, H., Shen, W., Shen, W. & amp Huang, L. Hydrogenperoksid er involvert i hydrogensulfidindusert lateral rotdannelse i tomatplanter. BMC Plant Biol. 17, 162 (2017).

Li, P. et al. Faseoverganger i montering av multivalente signalproteiner. Natur 483, 336–340 (2012).

Kato, M. et al. Cellefri dannelse av RNA-granulat: sekvensdomener med lav kompleksitet danner dynamiske fibre i hydrogeler. Celle 149, 753–767 (2012).

Lin, Y., Protter, D. S. W., Rosen, M. K. & amp Parker, R. Dannelse og modning av faseseparerte væskedråper av RNA-bindende proteiner. Mol. Celle 60, 208–219 (2015).

Jiao, C.-J. et al. β-ODAP-akkumulering kan være relatert til lave nivåer av superoksydanion og hydrogenperoksid i Lathyrus sativus L. Food Chem. Toksikol. 49, 556–562 (2011).

Wang, L., Wang, X. & amp Wang, C. Proteindisulfid-isomerase, en foldingskatalysator og en redoksregulert chaperone. Gratis radikk. Biol. Med. 83, 305–313 (2015).

Lyles, M. M. & amp; Gilbert, H. F. Katalyse av oksidativ folding av ribonuklease A ved proteindisulfidisomerase: avhengighet av hastigheten av sammensetningen av redoksbufferen. Biokjemi 30, 613–619 (1991).

Levy, Y. Y. & Dean, C. Overgangen til blomstring. Plante-celle 10, 1973–1989 (1998).

Jones, DP Radikal fri biologi av oksidativt stress. Er. J. Physiol.-Cell Physiol. 295, C849 – C868 (2008).

Eck, J. V., Kirk, D. D. & Walmsley, A. M. In Agrobacterium -protokoller. Metoder i molekylærbiologi Vol. 343 (red. Wang, K.) (Humana Press, 2006) https://doi.org/10.1385/1-59745-130-4:459

Jackson, D. Molekylær plantepatologi: En praktisk tilnærming (Oxford Univ. Press, 1992).

Xu, C. et al. En kaskade av arabinosyltransferaser kontrollerer skyte meristemstørrelse i tomat. Nat. Genet. 47, 784–792 (2015).

Lin, R. et al. Transposase-avledede transkripsjonsfaktorer regulerer lyssignalering i arabidopsis. Vitenskap 318, 1302–1305 (2007).

Gendrel, A.-V., Lippman, Z., Martienssen, R. & amp; Colot, V.Profilering av histonmodifikasjonsmønstre i planter ved hjelp av genomiske fliser mikroarrays. Nat. Metoder 2, 213–218 (2005).

Shen, G. et al. Warfarin fanger menneskelig vitamin K epoksidreduktase i en mellomliggende tilstand under elektronoverføring. Nat. Struktur. Mol. Biol. 24, 69–76 (2017).

Li, H. et al. Krystall- og oppløsningsstrukturer av humant protein-disulfid-isomerase-lignende protein i testiklene (PDILT) gir innsikt i dets aktivitet. J. Biol. Chem. 293, 1192–1202 (2018).

Shi, Y. et al. Etylensignalering regulerer negativt frysetoleransen ved å undertrykke uttrykk for CBF- og Type-A ARR-gener i Arabidopsis. Plante-celle 24, 2578–2595 (2012).


Resultater

ULTRAPETALA1 regulerer størrelsen på WUS-uttrykkende organisasjonssenter under reproduktiv utvikling

Tidligere analyse av EMS-indusert ult1-1 og ult1-2alleler avslørte en økning i blomsterstand og blomstermeristemstørrelse, noe som førte til produksjon av supernumre blomster og blomsterorganer (Fletcher, 2001) (fig. 1A-C). For å bestemme det molekylære grunnlaget for ult1 Meristem -forstørrelse, vi utførte in situ -eksperimenter for å analysere uttrykksmønsteret til STM som en markør for blomsterstand meristem skjebne. STM uttrykkes gjennom villblomstring og blomstermeristemer (Long og Barton, 2000 Long et al., 1996), og er fraværende fra flankeregionen som tilsvarer begynnende blomst og blomsterorgan primordia (fig. 1E). Vi oppdaget ingen store endringer i det generelle mønsteret av STM uttrykk i ult1-1 og ult1-2 blomsterstand meristemer. STM uttrykk er synlig i den sentrale delen av blomsterstanden og blomstermeristemer og fraværende fra periferområdet. Imidlertid uttrykker domenet STM er mer omfattende i ult1mutante meristemer enn i villtype meristemer (fig. 1E-G). Dette resultatet viser at supernumrene cellene finnes i ult1 mutante meristemer (Fletcher, 2001) tilsvarer meristemceller i stedet for til laterale organ primordia -celler.

Blomsterstand og blomstfenotyper av ult1 mutanter og komplementeringstest. (AD) Inflorescensmeristemer av (A) villtype Ler, (B) ult1-1, (C) ult1-2 og (D) ult1-3planter. (E-G) In situ uttrykk analyse av STM i (E) Ler, (F) ult1-1 og (G) ult1-2 blomsterstander. (H) Blomsterstand og (innfelt) blomst av ult1-1 planter transformert med ULT1-214-konstruksjonen som inneholder en 2,7 kb ULT1 genomisk fragment. (I-L) In situ uttrykk analyse av WUS i (I) Ler, (J) ult1-1, (K) ult1-2 og jeg) ult1-3 blomsterstander. (M-O) Analyse av sSTM :: uidA uttrykk i (M) Ler, (N) ult1-1 og (O) ult1-2 blomsterstander. (P) Kvantifisering av WUS-uttrykkende celler i L.er (WT) og alle tre ult1alleler. Gjennomsnittlig antall celler ble beregnet fra den mest sentrale delen av åtte individuelle blomsterstander for hver genotype. For hver seksjon, maksimalt antall celler som finnes i en horisontal (bredde) og en vertikal (høyde) cellefil, samt totalt antall celler som uttrykker WUS, ble scoret. Standardavviket er angitt. Målestenger: 50μm.

Blomsterstand og blomstfenotyper av ult1 mutanter og komplementeringstest. (AD) Inflorescensmeristemer av (A) villtype Ler, (B) ult1-1, (C) ult1-2 og (D) ult1-3planter. (E-G) In situ uttrykk analyse av STM i (E) Ler, (F) ult1-1 og (G) ult1-2 blomsterstander. (H) Blomsterstand og (innfelt) blomst av ult1-1 planter transformert med ULT1-214-konstruksjonen som inneholder en 2,7 kb ULT1 genomisk fragment. (I-L) In situ uttrykk analyse av WUS i (I) Ler, (J) ult1-1, (K) ult1-2 og jeg) ult1-3 blomsterstander. (M-O) Analyse av sSTM :: uidA uttrykk i (M) Ler, (N) ult1-1 og (O) ult1-2 blomsterstander. (P) Kvantifisering av WUS-uttrykkende celler i L.er (WT) og alle tre ult1alleler. Gjennomsnittlig antall celler ble beregnet fra den mest sentrale delen av åtte individuelle blomsterstander for hver genotype. For hver seksjon, maksimalt antall celler som finnes i en horisontal (bredde) og en vertikal (høyde) cellefil, samt totalt antall celler som uttrykker WUS, ble scoret. Standardavviket er angitt. Målestenger: 50μm.

For å avgjøre om ult1 meristemforstørrelse skjer jevnt over skuddtoppen eller er begrenset til ett område, vi undersøkte ekspresjonsmønstrene til molekylære markører for spesifikke meristematiske regioner i ult1 blomsterstander. Vi har tidligere rapportert at CLV1 ekspresjonsdomene, som tilsvarer de mest sentrale L3 -cellene i SAM, er betydelig bredere ult1-1 blomsterstand meristemer enn i villtype (Fletcher, 2001). Dette resultatet antydet en funksjon for ULT1 for å begrense celleopphopning i det indre, sentrale området av meristemet. Derimot CLV3 uttrykksmønster i L1 og L2 lagene i den sentrale sonen syntes å være uendret i ult1-1 meristemer (Fletcher, 2001), enten fordi CLV3 ekspresjonsdomenet påvirkes ikke av mutasjonen, eller fordi forstørrelsen over en så liten gruppe celler er for liten til å bli lagt merke til ved in situ hybridisering.

De WUS genet uttrykkes i det indre, dypere lag med skudd og blomstermeristemer, som overlapper CLV1 ekspresjonsdomene (fig. 1I) (Mayer et al., 1998). Mutasjoner i ULT1 resultere i lateral utvidelse av WUSekspresjonsdomene, uten å endre lagspesifisiteten (fig. 1J-K). Teller av WUS-uttrykkende celler bekreftet at organiseringssenteret er betydelig større ult1-1 og ult1-2 meristemer enn i villtype meristemer (fig. 1P). I villist-blomsterstand meristemer, gjennomsnittlig størrelse på WUS-uttrykkende domene tilsvarer 6,12 ± 0,33 celler i bredden, 3 ± 0 celler i høyden og 14,75 ± 0,97 celler totalt. I ult1-1 blomsterstand sentrale seksjoner den WUS domenet utvides til 8,50 ± 1 celler i bredden, 3,12 ± 0,33 celler i høyden og 21,12 ± 2,80 celler totalt, mens i ult1-2 blomsterstand sentrale seksjoner den WUS domenet er 7,75 ± 0,66 celler i bredden, 3 ± 0 celler i høyden og 18 ± 1,66 celler totalt. Dette resultatet viser at størrelsen på WUS-uttrykkende organisasjonssenter er negativt regulert av ULT1 -aktivitet. Som ult1-1 planter har større blomsterstand og blomstermeristemer enn det gjør ult1-2 planter og produserer flere blomstermeristemer og blomsterorganer (Fletcher, 2001), antyder våre resultater at størrelsen på WUS-uttrykkende organiseringssenter kan direkte påvirke disse egenskapene.

Til slutt brukte vi en sSTM :: uidA(McConnell og Barton, 1998) reporterlinje som en markør for å undersøke størrelsen på periferisonen til meristemet i villtype og ult1 planter. Denne reporterkonstruksjonen rekapitulerer ikke STM uttrykksmønsteret i meristemet i stedet, uttrykkes det på grensen mellom det riktige blomsterstandsmeristemet og det begynnende blomstermotivet (fig. 1M). SSTM :: uidA uttrykksmønster er uendret ult1 blomsterstander, noe som indikerer at den perifere regionen til de mutante meristemene ikke er vesentlig forstørret (fig. 1N-O). Til sammen indikerer ekspresjonsanalysene våre at ULT1 begrenser den laterale ekspansjonen av CLV1- og WUS- uttrykker celler i det indre av blomsterstanden og blomstermeristemer.

Posisjonell kloning av ULT1

For å isolere ULT1 gen, brukte vi CAPS-basert kartlegging (Konieczny og Ausubel, 1993) av rekombinasjonsbruddpunkter i 1366 meiotiske hendelser blant F2-avkomene til ult1-2 (L.er) × villtype (Col-O). Vi hadde tidligere vist at ult1 mutasjoner kartlagt mellom de synlige markørene ag og ap2 på kromosom 4 (Fletcher, 2001). Ved å bruke CAPS -markørene gjennom hele dette intervallet, fant vi det ut ult1-2 ble flankert av markørene PG11 og g8300 (www.arabidopsis.org). 31 anlegg med rekombinasjonshendelser mellom PG11 og g8300 ble identifisert fra kartleggingspopulasjonen, og ble brukt til å avgrense posisjonen til ult1-2 rekombinasjonsbruddpunkter til endene av BAC F26K10. Vi sekvenserte kandidatgener kommentert på BAC og identifiserte et enkelt gen (At4g28190) som var mutert i begge ult1 alleler.

For å bekrefte identiteten til At4g28190 som ULT1 genet, ble en genomisk klon (ULT1-214) inneholdende At4g28190-kodingsområdet sammen med 1 kb oppstrøms og 0,5 kb nedstrøms sekvens innført i ult1-1planter, og denne klonen komplementerte delvis eller fullstendig de mutante fenotypene (figur 1H). T1 og T2 ult1-1 planter transformert med ULT1-214 genomisk konstruksjon produserte meristemer og blomster som ligner på planter av villtype. I tillegg, ult1-1 planter som bærer ULT1-214-transgenet blomstret på samme tid som villtype-planter, mens de ikke var transformert ult1-1planter blomstret 1 uke senere i gjennomsnitt (Fletcher, 2001). Disse dataene bekrefter at At4g28190 koder for ULT1 genet.

Den komplette ULT1-koderegionen ble bestemt ved EST- og cDNA-analyse, RT-PCR og 5'RACE. Denne regionen er 714 bp i lengde, og består av tre eksoner og to introner (figur 2A), som koder for et forutsagt protein på 237 aminosyrer med en masse på 26,7 kDa. Genomisk sekvensanalyse indikerte tilstedeværelsen av en TATA -boks, en CCAAT -boks og en GC -boks, samt et stopp -kodon i rammen oppstrøms for transkripsjonens startsted. Ceres cDNA 96705 (www.arabidopsis.org) og sekvensering av RT-PCR-produkter støtter merknaden av dette genet. Vi har identifisert en missense -mutasjon i den andre eksonen til dette genet i ult1-1 og ult1-2 alleler (fig. 2A). De ult1-1mutasjon er forårsaket av en G til A -overgang som endrer en cysteinrest til en treoninrest i posisjon 173 i forhold til det translationelle initieringsstedet (figur 2B). De ult1-2 mutasjon skyldes en C til T -overgang som erstatter en serinrest med en fenylalaninrest i posisjon 83.

ULTRAPETALA1 kloning og sekvensanalyse. (A) Skjematisk av posisjonell kloning av ULT1 locus og strukturen til ULT1 genet. Området for kromosom 4 som inneholder BACs T29A15 til F19B15 er representert. CAPS -markørene designet for kartlegging ult1-2er vist i svarte bokser, og frekvensen av rekombinante kromosomer er angitt for hver markør. Exon/intron -strukturen til ULT1 genet vises sammen med posisjonene til ult1-1 og ult1-2mutasjoner. (B) Justering av de konseptuelle oversettelsesproduktene til Arabidopsis ULT1 og ULT2 genomiske sekvenser med konseptuelt oversatte konsensus EST -sekvenser fra fire andre plantearter. Sekvensene som sammenlignes er fra Arabidopsis thaliana ULT1 (AtULT1, At4g28190), Arabidopsis thaliana ULT2 (AtULT2, At2g20825), Glycin maks (GmULT, BM524875.1), Lycopersicon esculentum(LeULT, EST357945), Oryza sativa (OsULT, CA763280.1) og Triticum aestivum (TaULT, BG604592). Identiske aminosyrer er i boks og blokker med lignende aminosyrerester skygges. Posisjonene til mutasjonene i ULT1 og ULT2 er vist over sekvensene, SAND-domenet er boksen i rødt og det B-bokslignende motivet er innrammet i grønt. Stjerner indikerer aminosyresubstitusjonen i ult1-1 (C173T) og ult1-2 (S83F) alleler. Pilhoder angir plasseringen av T-DNA-innsettingen i ult1-3 og ult2-1 allel. Arginin/lysinrike kjernefysiske lokaliseringssignal (NLS) kandidatpolypeptider er understreket i hvitt. (C) Flere sekvensjustering av AtULT1, AtULT2 og animal SAND -domener fra CeC44F1.2 (Caenorhabditis elegans, Z49067), CeC25G4.4 (Caenorhabditis elegans, Z70680), HsSp100b (Homo sapiens, U36501), HsNucP41 (Homo sapiens, Q14976), HsNUDR (Homo sapiens, AF049459), DmDEAF-1 (Drosophila melanogaster, AAC47040), HsGMEB2 (Homo sapiens, NM031803), HsGMEB1 (Homo sapiens, NM006582), AIRE-1 (Homo sapiens, AB006682). Justeringen ble oppnådd med ClustalW 1.82-programmet og raffinert manuelt ved bruk av den beregnede todimensjonale strukturen. Sekundære strukturelementer er vist over flerjusteringen. Periode, semikolon og stjerne markerer delvis til full bevaring av rester. Fargekoding gjenspeiler bevaring av aminosyretyper. Bakgrunnsfarger avslører deres fysiokjemiske egenskaper (grønn: hydrofob rød: positivt ladede rester blå: negativt ladede rester), mens forgrunnsfarger markerer identiske (røde) og lignende (blå) aminosyrer. Aminosyren som tilsvarer posisjonen til ult1-2 mutasjon er understreket. (D) Justering av AtULT1 og AtULT2 B bokslignende domener med B-box proteiner fra dyr: CeLIN-41 (Caenorhabditis elegans, NP492488), CeNCL-1 (Caenorhabditis elegans, P34611), DmDAPPLED (Drosophila melanogaster, Q9V4M2), HsTIF-1 α (Homo sapiens, NP003843), HsPML (Homo sapiens, P29590). De konserverte cystein/histidinrester er i boks. Under sekvensjusteringen blir den bevarte avstanden mellom B2 B-box-konsensus (Torok og Etkin, 2000) og ULT B-box-konsensus sammenlignet.

ULTRAPETALA1 kloning og sekvensanalyse. (A) Skjematisk av posisjonell kloning av ULT1 locus og strukturen til ULT1 genet. Området for kromosom 4 som inneholder BACs T29A15 til F19B15 er representert. CAPS -markørene designet for kartlegging ult1-2er vist i svarte bokser, og frekvensen av rekombinante kromosomer er angitt for hver markør. Exon/intron -strukturen til ULT1 genet vises sammen med posisjonene til ult1-1 og ult1-2mutasjoner. (B) Justering av de konseptuelle oversettelsesproduktene til Arabidopsis ULT1 og ULT2 genomiske sekvenser med konseptuelt oversatte konsensus EST -sekvenser fra fire andre plantearter. Sekvensene som sammenlignes er fra Arabidopsis thaliana ULT1 (AtULT1, At4g28190), Arabidopsis thaliana ULT2 (AtULT2, At2g20825), Glycin maks (GmULT, BM524875.1), Lycopersicon esculentum(LeULT, EST357945), Oryza sativa (OsULT, CA763280.1) og Triticum aestivum (TaULT, BG604592). Identiske aminosyrer er i boks og blokker med lignende aminosyrerester skygges. Posisjonene til mutasjonene i ULT1 og ULT2 er vist over sekvensene, SAND-domenet er boksen i rødt og det B-bokslignende motivet er innrammet i grønt. Stjerner indikerer aminosyresubstitusjonen i ult1-1 (C173T) og ult1-2 (S83F) alleler. Pilhoder angir plasseringen av T-DNA-innsettingen i ult1-3 og ult2-1 allel. Arginin/lysinrike kjernefysiske lokaliseringssignal (NLS) kandidatpolypeptider er understreket i hvitt. (C) Flere sekvensjustering av AtULT1, AtULT2 og animal SAND -domener fra CeC44F1.2 (Caenorhabditis elegans, Z49067), CeC25G4.4 (Caenorhabditis elegans, Z70680), HsSp100b (Homo sapiens, U36501), HsNucP41 (Homo sapiens, Q14976), HsNUDR (Homo sapiens, AF049459), DmDEAF-1 (Drosophila melanogaster, AAC47040), HsGMEB2 (Homo sapiens, NM031803), HsGMEB1 (Homo sapiens, NM006582), AIRE-1 (Homo sapiens, AB006682). Justeringen ble oppnådd med ClustalW 1.82-programmet og raffinert manuelt ved bruk av den beregnede todimensjonale strukturen. Sekundære strukturelementer er vist over flerjusteringen. Periode, semikolon og stjerne markerer delvis til full konservering av rester. Fargekoding gjenspeiler bevaring av aminosyretyper. Bakgrunnsfarger avslører deres fysiokjemiske egenskaper (grønn: hydrofob rød: positivt ladede rester blå: negativt ladede rester), mens forgrunnsfarger markerer identiske (røde) og lignende (blå) aminosyrer. Aminosyren som tilsvarer posisjonen til ult1-2 mutasjon er understreket. (D) Justering av AtULT1 og AtULT2 B bokslignende domener med B-box proteiner fra dyr: CeLIN-41 (Caenorhabditis elegans, NP492488), CeNCL-1 (Caenorhabditis elegans, P34611), DmDAPPLED (Drosophila melanogaster, Q9V4M2), HsTIF-1 α (Homo sapiens, NP003843), HsPML (Homo sapiens, P29590). De konserverte cystein/histidinrester er i boks. Under sekvensjusteringen blir den bevarte avstanden mellom B2 B-box-konsensus (Torok og Etkin, 2000) og ULT B-box-konsensus sammenlignet.

Databasesøk avslørte tilstedeværelsen av en sekvens på Arabidopsis kromosom 2 som er veldig lik ULT1 på nukleotidnivå. Dette paraloge genet, At2g20825, består av to eksoner og et enkelt intron. Fordi overuttrykk av dette genet kan redde ult1-1 mutant fenotype (se nedenfor), refererer vi til dette locus som ULT2. Konseptuell oversettelse av ULT2 gir et antatt protein på 226 aminosyrer (26,1 kDa) med 81% identitet og 86% likhet med ULT1 over proteinlengden (fig. 2B). 21 av de 23 cysteinrestene som er tilstede i ULT1, inkludert C173 som er mutert i ult1-1 allel, er konservert i ULT2 -proteinet. Serinresten (S83) som er mutert i ult1-2 allel er også konservert i ULT2. Spesielt inneholder ULT1 fem aminosyrer ved N-enden (restene 2-5) og seks aminosyrer i midten av proteinet (restene 121-126) som ikke er tilstede i det antatte ULT2-proteinet.

Vi har identifisert sekvenser som tilsvarer ULT1- og ULT2-lignende gener i en rekke andre plantearter, inkludert tomat, mais, bomull, ris, soyabønner og hvete. Så langt har bare et enkelt ULT-lignende gen blitt identifisert hos disse artene, sammenlignet med to i Arabidopsis. En aminosyrejustering av de antatte ULT-lignende proteiner for hvilke genomiske sekvenser i full lengde eller nesten full lengde er tilgjengelige, er vist i figur 2B. Den totale identiteten mellom proteinene varierer fra 59% til 72% på tvers av proteinets lengde. Ingen funksjoner er ennå tilordnet noen av disse ULT-lignende proteiner. De ult1-1 og ult1-2mutasjoner forekommer begge i aminosyrer som er uforanderlige blant alle ni av planteartene som er undersøkt, noe som tyder på at disse restene er avgjørende for proteinfunksjonen.

Sekvensanalyse av ULT1 og ULT2 proteiner

To domener kan gjenkjennes i ULT1- og ULT2 -proteinsekvensene som er funnet i transkripsjonsfaktorer. Prosite-programmet (pit.georgetown.edu) avslørte en signifikant strukturell homologi mellom den N-terminale regionen til ULT-proteinene (figur 2B) og et konservert SAND-domene som finnes i animalske proteiner. SAND-domenet er et evolusjonært konservert ∼80-100 aminosyre DNA-bindende motiv som tar navnet sitt fra Sp100, AIRE-1, NucP41/75 og DEAF-1/suppressin proteiner som finnes hos mennesker og Drosophila melanogaster(Gibson et al., 1998). ULT1- og ULT2-proteinene, så vel som de andre ULT-lignende plantesekvensene, deler ~ 75% identitet innenfor SAND-domenet (figur 2C).

De tredimensjonale strukturene til flere SAND-domener er bestemt ved NMR og røntgenkrystallografi (Bottomley et al., 2001 Surdo et al., 2003). SAND-domenet er en kompakt, sterkt vridd α/β-fold som består av fem antiparallelle β-ark vekslende med fire α-helixer (figur 2C). Imidlertid er den primære sekvensen til SAND -domenet dårlig bevart mellom familiemedlemmer. Den høyeste graden av bevaring av aminosyrer finnes mellom to ellers ikke -relaterte proteiner fra C. elegans, CeC25G4.4 og CeC44F1.2, som deler 57% identitet innenfor SAND -domenet. De fleste animalske proteiner deler mindre enn 30% identitet innenfor SAND-domenet, og den parvise sammenligningsscore kan være så lav som 7% identitet, som vist for menneskelige AIRE-1 og GMEB1/2 proteiner. Dermed ligger likheten mellom dyre SAND -domener i stedet på det sekundære og påfølgende tertiære strukturnivået. På samme måte er den største bevaringen av ULT SAND -domenene på nivået med den sekundære strukturen: PsiPred -programmet (McGuffin et al., 2000) forutsier β1, β2, β3 og β5 trådene, samt α2 og α4 helixene i ULT -proteinene (figur 2C). Programmet oppdaget ikke α1 og α3 helixene eller β4 arket, sannsynligvis på grunn av deres ekstremt lille størrelse. Bare to bevarte kjerner fremheves ved flere justeringer av SAND -domenene, TPxxFE og KDWK -motivene (figur 2C). TPxxFE-motivet er perfekt bevart blant alle de antatte ULT-lignende proteiner i planter (figur 2B, C). KDWK-kjernen er ikke konservert i ULT1 og ULT2 eller i musen og humane AIRE-1-proteiner på primærsekvensnivå, men den sekundære strukturen er bevart. De ult1-2 mutasjon, som forårsaker en null mutant fenotype (se nedenfor), ligger innenfor α2 -helixen til SAND -domenet (figur 2B, C).

ULT1- og ULT2 -proteinene er svært cysteinrike, med cysteinrester som utgjør 9,7% av det totale aminosyreinnholdet i hvert protein (figur 2B). Et spesielt arrangement av cysteinrester nær C-enden til ULT1- og ULT2-proteinene ligner sterkt på et B-boksmotiv som finnes i mange eukaryoter (figur 2D). I disse organismer har B-box-domenet blitt foreslått å fungere i protein-protein og i protein-RNA-interaksjoner (Borden, 1998 Torok og Etkin, 2000). B-box-domener er assosiert med cysteinrike sinkbindende motiver i ellers ikke-relaterte proteiner, mange av dem transkripsjonsfaktorer, som deltar i et bredt spekter av cellulære prosesser (Borden, 1998 Torok og Etkin, 2000). Den antatte B-boks-regionen er mer konservert mellom ULT1 og de homologe sekvensene enn resten av proteinet (figur 2B).

Subcellulær lokalisering av ULT -proteinene

Hos dyr finnes proteiner som inneholder SAND-domene i kjernen, i cytoplasma eller i begge rom (Gross og McGinnis, 1996 Jimenez-Lara et al., 2000 Peterson et al., 2004). På samme måte har eukaryote proteiner som inneholder B-box-domener blitt lokalisert til enten kjernen eller cytosolen (Borden, 1998 Torok og Etkin, 2000). Dataprogrammene Prosite (Hulo et al., 2004 Sigrist et al., 2002), PSORT (Nakai og Kanehisa, 1992), SignalP (Nielsen et al., 1997) og NLSdb (Nair et al., 2003) forutsier hver ULT1- og ULT2 -proteinene som skal lokaliseres til cytosolen, basert på fravær av noe sorterings- eller signalpeptid. Begge ULT -proteiner er imidlertid små nok til å diffundere passivt inn i kjernen gjennom atomporene (Raikhel, 1992). Subcellulære lokaliseringseksperimenter ved bruk av forbedret grønt fluorescerende protein (EGFP) som en markør viste at ULT1-EGFP- og ULT2-EGFP-fusjonskonstruksjoner som er forbigående transformert til løkepidermale celler er lokalisert i både kjernen og de cytosoliske avdelingene (figur 3A).

Subcellulær lokalisering av ULT -proteinene. (A) Mørkfelteksponering av en løk epidermal celle som midlertidig uttrykker et ULT1-EGFP fusjonsprotein. GFP -signalet oppdages i både kjernen (pilhodet) og cytosolen. I cytosolen ser det ut til at fusjonsproteinet er distribuert i cytoplasmatiske strømmer (piler). (B) Konfokalt bilde av en rot fra en 35S :: ULT1-EGFP T2 transgen plante. (C, D) Konfokalt bilde av et kronblad fra en 35S :: ULT1-EGFP T2 transgen plante. (D) DAPI-farging av kjernene og celleveggene i kronbladet vist i C. (E) En immunoblot av proteinekstrakter fra blomsterstandens meristemvev, ved bruk av anti-GFP-serum. WT, ekstrakt fra villtype Ler plante EGFP, ekstrakt fra en 35S: EGFP transgen plante ULT-EGFP, ekstrakt fra en 35S :: ULT1-EGFP T2 transgen plante. (F, G) Mørke felteksponeringer av løk epidermale celler som forbigående uttrykker ULT1-GUS-EGFP fusjonsproteinet. GFP -signalet detekteres i cytosolen og perinukleære regionen (F) eller begge i cytosolen og i hele kjernen (G). N, kjerne CS, cytoplasmatiske strømmer.

Subcellulær lokalisering av ULT -proteinene. (A) Mørkfelteksponering av en løk epidermal celle som midlertidig uttrykker et ULT1-EGFP fusjonsprotein. GFP -signalet oppdages i både kjernen (pilhodet) og cytosolen.I cytosolen ser det ut til at fusjonsproteinet er distribuert i cytoplasmatiske strømmer (piler). (B) Konfokalt bilde av en rot fra en 35S :: ULT1-EGFP T2 transgen plante. (C, D) Konfokalt bilde av et kronblad fra en 35S :: ULT1-EGFP T2 transgen plante. (D) DAPI-farging av kjernene og celleveggene i kronbladet vist i C. (E) En immunoblot av proteinekstrakter fra blomsterstandens meristemvev, ved bruk av anti-GFP-serum. WT, ekstrakt fra villtype Ler plante EGFP, ekstrakt fra en 35S: EGFP transgen plante ULT-EGFP, ekstrakt fra en 35S :: ULT1-EGFP T2 transgen plante. (F, G) Mørke felteksponeringer av løk epidermale celler som forbigående uttrykker ULT1-GUS-EGFP fusjonsproteinet. GFP -signalet detekteres i cytosolen og perinukleære regionen (F) eller begge i cytosolen og i hele kjernen (G). N, kjerne CS, cytoplasmatiske strømmer.

For å bestemme relevansen av dette lokaliseringsmønsteret in vivo, genererte vi transgene ult1-1 planter som uttrykker stabilt enten ULT1-EGFP- eller ULT2-EGFP-fusjonsproteinet under kontroll av 35S-promotoren. Transgene planter som uttrykte ULT1- eller ULT2-proteinet med EGFP-delen festet til enten N-terminalen eller C-terminalen hadde et vilt utseende, noe som indikerer at fusjonsproteinene er funksjonelle i begge retninger og kan redde ult1-1 mutante fenotyper. Ved å visualisere fusjonsproteinene ULT1-EGFP eller ULT2-EGFP i røttene eller kronbladene til de transgene plantene, observerte vi signal i både kjernen og cytosolen (figur 3B-D). Immunoblotting av ekstrakter fra det transgene anlegget ved bruk av et anti-GFP-antistoff viste at det observerte lokaliseringsmønsteret ikke er en artefakt på grunn av spaltningen av fusjonsproteinet (figur 3E). De samme ULT-EGFP-fusjonsproteinene i kombinasjon med et kjernefysisk lokaliseringssignal (NLS) eller et atomeksportsignal (NES) utfyller også den mutante fenotypen når den uttrykkes i en ult1-1 bakgrunn (data ikke vist).

Imidlertid, ettersom ULT-EGFP-fusjonsproteinene fortsatt er mindre enn størrelsen på nukleærporekskluderingen, kan de passere inn eller ut av kjernen passivt, spesielt når de uttrykkes på høye nivåer under 35S-promotoren. For å forhindre passiv inntreden i eller ut av kjernen fusjonerte vi hvert ULT-protein til et kombinert GUS (β-glukuronidase) -EGFP-protein (Grebenok et al., 1997). Når de ble bombardert i løkepidermale celler, ga konstruksjonene et GFP- og et GUS -signal hovedsakelig i cytosolen for noen celler og ekvivalent i cytosolen og kjernen for andre (figur 3F, G). Dermed har ULT1- og ULT2 -proteinene en dobbel lokalisering i kjernen og i cytosolen, og kan fungere i begge rom.

ULT1 og ULT2 uttrykksanalyse

Vi brukte RT-PCR for å bestemme fordelingen av ULT1 og ULT2 mRNA-transkripsjoner i villtypevev. Som vist i figur 4, ULT1transkripsjoner kan forsterkes fra alle testede vev: røtter, 8 dager gamle frøplanter, modne blader, stilker, blomsterstand, pollen og silikater. ULT2 uttrykket var spesifikt for reproduktive utviklingsstadiet, og ble oppdaget bare i blomsterstander, pollen og silikater. For begge gener ble det høyeste ekspresjonsnivået observert i blomsterstandsvev.

Uttrykksprofiler av ULT1 og ULT2 gener. RT-PCR-analyse ble utført på RNA-ekstrakter fra forskjellige villtype Lervev: røtter (R), 8 dager gamle frøplanter (S), modne rosettblader (L), stilker (St), blomsterstandsåpninger (In), pollen (P) og silikater (Si). ULT1transkripsjoner ble forsterket fra alle undersøkte vev, mens ULT2transkripsjoner ble oppdaget bare i reproduksjonsfasen i blomsterstander, pollen og silikater. EF1a ble forsterket som en kontroll. I tillegg ble kontrollforsterkningsreaksjonene kjørt med hvert sett med primere ved bruk av genomisk DNA (gDNA) som en mal.

Uttrykksprofiler av ULT1 og ULT2 gener. RT-PCR-analyse ble utført på RNA-ekstrakter fra forskjellige villtype Lervev: røtter (R), 8 dager gamle frøplanter (S), modne rosettblader (L), stilker (St), blomsterstandsåpninger (In), pollen (P) og silikater (Si). ULT1transkripsjoner ble forsterket fra alle undersøkte vev, mens ULT2transkripsjoner ble oppdaget bare i reproduksjonsfasen i blomsterstander, pollen og silikater. EF1a ble forsterket som en kontroll. I tillegg ble kontrollforsterkningsreaksjonene kjørt med hvert sett med primere ved bruk av genomisk DNA (gDNA) som en mal.

Vi utførte deretter in situ hybridiseringseksperimenter for å lokalisere ULT1 og ULT2 mRNA mer presist i vevet der de kunne påvises ved RT-PCR. ULT1 og ULT2 transkripsjoner kan detekteres gjennom inflorescensmeristemet, og et svakt signal kan også påvises i blomstringens vaskulære vev (fig. 5A, B). Ingen ULT1 heller ikke ULT2 transkripsjoner kan påvises i blomstermistemer i stadium 1 som spirer fra flankene til blomsterstanden meristem, men de dukker opp igjen mye sterkere i sen fase 2 primordia. Så snart sepal primordia starter (trinn 3), ULT1 og ULT2 ekspresjon er ekskludert fra disse organ primordia og blir begrenset til blomstermeristemet (fig. 5B). Etter hvert som blomsterutviklingen fortsetter, ULT1 og ULT2 transkripsjoner blir ytterligere begrenset til støv- og karpel primordia (fig. 5D-G). Uttrykk i karpeller ble bare oppdaget i det adaksiale domenet, tilsvarende området for eggdannelse. Hybridisering til tverrsnitt av modne blomster avslører et spesifikt signal gjennom eggløsningene og i tapetumvevet til anthers (fig. 5H-I). Dermed er ULT1 og ULT2 mRNA -ekspresjonsmønstre er sammenfallende i blomsterstandens meristemer, blomstermeristemer og blomster som utvikler seg.

ULT1 og ULT2 mRNA -ekspresjonsmønstre i blomsterstand og blomstervev. RNA -lokalisering ved in situ -hybridisering med ULT1 (A, D, H) og ULT2 (B, F, I) antisense-prober hybridisert til villtype Ler vev. (AC) Lengdesnitt gjennom blomsterstanden meristem (ifm) og tilstøtende blomstermeristemer (fm). ULT1mRNA er lokalisert gjennom blomsterstandens meristem. Det ble ikke oppdaget noe signal i blomstermististemer i trinn 1 (hvite pilspisser). ULT1transkripsjoner dukket opp igjen i sen fase 2 blomsterprimordia (svarte pilspisser). Så snart kelkbladene starter (blomst 3 i fase 3), ULT1 uttrykket blir begrenset til sentrum av blomstermeristemet. (C) Kontrollhybridisering med en ULT2 sanseproblem. (D-G) Lengdesnitt gjennom trinn 7-8 blomster. ULT1 (D) og ULT2 (F) mRNA ble påvist i støvdrager (St) og karpel (Ca) primordia. I begge tilfeller ser signalet sterkere ut på den adaksiale siden av carpels (piler). (E, G) Kontrollhybridiseringer med ULT1 og ULT2 sanse sonder. (HJ) Tverrsnitt gjennom modne blomster. ULT1 (Hånd ULT2 (I) mRNA ble påvist i eggløsning (hvite pilspisser) og tapetumvev i støvknapper (svarte pilspisser). (J) Kontrollhybridisering med en ULT1 sanseproblem. Målestenger: 50 μm.

ULT1 og ULT2 mRNA -ekspresjonsmønstre i blomsterstand og blomstervev. RNA -lokalisering ved in situ -hybridisering med ULT1 (A, D, H) og ULT2 (B, F, I) antisense-prober hybridisert til villtype Ler vev. (AC) Lengdesnitt gjennom blomsterstanden meristem (ifm) og tilstøtende blomstermeristemer (fm). ULT1mRNA er lokalisert gjennom blomsterstanden meristem. Det ble ikke oppdaget noe signal i blomstermististemer i trinn 1 (hvite pilspisser). ULT1transkripsjoner dukket opp igjen i sen fase 2 blomsterprimordia (svarte pilspisser). Så snart kelkbladene starter (blomst 3), ULT1 uttrykket blir begrenset til sentrum av blomstermeristemet. (C) Kontrollhybridisering med en ULT2 sanseproblem. (D-G) Lengdesnitt gjennom trinn 7-8 blomster. ULT1 (D) og ULT2 (F) mRNA ble påvist i støvdrager (St) og karpel (Ca) primordia. I begge tilfeller vises signalet sterkere på den adaksiale siden av carpels (piler). (E, G) Kontrollhybridiseringer med ULT1 og ULT2 sanse sonder. (HJ) Tverrsnitt gjennom modne blomster. ULT1 (Hånd ULT2 (I) mRNA ble påvist i eggløsning (hvite pilspisser) og tapetumvev i støvknapper (svarte pilspisser). (J) Kontrollhybridisering med en ULT1 sanseproblem. Målestenger: 50 μm.

Deretter bestemte vi ekspresjonsmønstre for begge gener i frøplanter og embryoer. ULT1 er uttrykt i hele den vegetative SAM og i primordia av unge blad (fig. 6A). En sterkere ULT1 signal oppdages på den adaksiale siden av bladprimordia, som observert for karpel primordia. Antisens ULT2mRNA -sonden hybridiserte ikke til frøplantevev (fig. 6B), noe som bekreftet det ULT1 men ikke ULT2 uttrykkes i vegetasjonsstadiet. I modne embryoer, begge ULT1 og ULT2 transkripsjoner oppdages i SAM, og ULT2 uttrykk er også observert i RAM (fig. 6D-G). Uttrykket oppdages i svært begrensede domener som tilsvarer meristematiske celler lokalisert ved apisene. Interessant nok, i alle tidligere analyserte stadier - fra åttecelletrinnet til det bøyende cotyledon -stadiet - ULT1 og ULT2 transkripsjoner er lokalisert i hele embryoet, og viser tidvis et sterkere signal mellom de utviklende cotyledonene og i vaskulaturen (fig. 6J-P). Dette antyder at ULT-ekspresjon blir vevsbegrenset bare på det tidspunktet når embryoet går inn i modningsfasen av utviklingen. Ingen signaler ble oppdaget i suspensoren eller i endospermen på noe tidspunkt (fig. 6J-P), som viser at ULT1 og ULT2 genuttrykk er embryospesifikt.

ULT1 og ULT2 mRNA -ekspresjonsmønstre i frøplanter og embryoer. RNA -lokalisering ved in situ -hybridisering med ULT1(A, D, J, K, N, P) og ULT2 (B, E, G, L, M, O) antisense-prober hybridisert til villtype Ler frøplanter (AC) og embryoer (D-Q). (AC) Lengdesnitt gjennom 7 dager gamle frøplanter. (EN) ULT1 transkripsjoner er lokalisert i hele den vegetative SAM og i unge blad primordia. (B) ULT2 transkripsjoner blir ikke påvist i frøplanter. (C) Kontrollhybridisering med en ULT1 sanseproblem. (D-H) Lengdesnitt gjennom modne embryoer. (D) ULT1 uttrykket er begrenset til den embryonale SAM (pilspissen). (E) ULT2 transkripsjoner kan detekteres i den embryonale SAM og RAM (pilspisser). (G) Høyere forstørrelse av ULT2 uttrykk i RAM. (F, H) Kontrollhybridisering med ULT1 og ULT2 hhv. sondesonder. (I-Q) Lengdesnitt gjennom embryoer på forskjellige stadier av embryogenese. (I) Tidlig globulær fase. (J) Åtte-celle-trinns embryo. (K) Sent trekantstadium. (L) Tidlig hjertefase. (M) Sent hjertestadium. (N) Tidlig torpedostadium. (O) Torpedo -etappe. (P, Q) Bøyende cotyledon -trinn. (I, Q) Kontroll hybridiseringer med en ULT1 sanseproblem. Målestenger: 50 μm i A-F 25 μm i G-Q.

ULT1 og ULT2 mRNA -ekspresjonsmønstre i frøplanter og embryoer. RNA -lokalisering ved in situ -hybridisering med ULT1(A, D, J, K, N, P) og ULT2 (B, E, G, L, M, O) antisense-prober hybridisert til villtype Ler frøplanter (AC) og embryoer (D-Q). (AC) Lengdesnitt gjennom 7 dager gamle frøplanter. (EN) ULT1 transkripsjoner er lokalisert i hele den vegetative SAM og i unge blad primordia. (B) ULT2 transkripsjoner blir ikke påvist i frøplanter. (C) Kontrollhybridisering med en ULT1 sanseproblem. (DH) Lengdesnitt gjennom modne embryoer. (D) ULT1 uttrykket er begrenset til den embryonale SAM (pilspissen). (E) ULT2 transkripsjoner kan detekteres i den embryonale SAM og RAM (pilspisser). (G) Høyere forstørrelse av ULT2 uttrykk i RAM. (F, H) Kontrollhybridisering med ULT1 og ULT2 hhv. sondesonder. (I-Q) Lengdesnitt gjennom embryoer på forskjellige stadier av embryogenese. (I) Tidlig globulær fase. (J) Åtte-celle-trinns embryo. (K) Sent trekantstadium. (L) Tidlig hjertefase. (M) Sent hjertestadium. (N) Tidlig torpedostadium. (O) Torpedo -etappe. (P, Q) Bøyende cotyledon -trinn. (I, Q) Kontroll hybridiseringer med en ULT1 sanseproblem. Målestenger: 50 μm i A-F 25 μm i G-Q.

ULT2 overuttrykk kan redde ult1-1 mutante fenotyper

Fordi det ULT1 og ULT2 genuttrykkmønstre overlapper i blomsterstand og blomstermeristemer, spurte vi om ULT2 kunne etterligne ULT1 -funksjon i disse vevene. Vi transformerte en d35S :: ULT2 sansekonstruksjon til ult1-1 planter, for å øke nivået på ULT2uttrykk i denne mutante bakgrunnen. Vi analyserte kapasiteten til d35S :: ULT2 -transgenet for å redde ult1-1 fenotyper, og sammenlignet effektene med effektene av et d35S :: ULT1 -transgen, ved å score blomsterorgannummer og blomstringstid.

Transgene d35S :: ULT -planter viser en gradient av fenotyper som korrelerer med nivået av ULT -genoverekspresjon. Disse plantene uttrykker de høyeste nivåene av ULT1 eller ULT2 vise dramatiske vegetative fenotyper så snart noen dager etter spiring (C.C.C. og J.C.F., upublisert). Følgelig utførte vi komplementeringsanalysen på d35S :: ULT2 ult1-1 linjer som hadde et vilt utseende på det vegetative stadiet. Som forventet viste RT-PCR-eksperimenter at disse linjene viser en mer moderat økning i ULT2 genuttrykk enn de dramatisk påvirkede overuttrykkslinjene (data ikke vist). Ved å analysere disse moderate overuttrykkslinjene fant vi ut at d35S :: ULT2 -transgenet utfyller ult1-1 mutante fenotyper i samme grad som d35S :: ULT1 -transgenet (fig. 7). Faktisk, ult1-1 planter som inneholder en av disse konstruksjonene, viser blomsterorgannummer og fenotyper med boltetid nær de av villtypen. Således, selv om det endogene nivået på ULT2 er ikke tilstrekkelig for å overvinne effekten av ult1-1 mutasjon, en økning i mengden villtype ULT2-protein i ult1-1 bakgrunnen tillater fullstendig redning av ult1-1 mutante fenotyper. Disse dataene indikerer at når det uttrykkes på høyere nivåer, kan ULT2-protein av villtype funksjonelt kompensere for mutant ULT1-1-protein.

Redning av ult1-1 mutant fenotype av en ULT2transgen. (A) Floral orgelnummer i villtype Ler planter, ult1-1 planter og ult1-1 planter som inneholder d35S :: ULT1 eller d35S :: ULT2 -konstruksjonen. Graf viser gjennomsnittlig antall organer i de ti første blomstene av 10 planter (n= 100 blomster), og standardfeilen er angitt. For de transgene linjene i ult1-1 med mutant bakgrunn, ble gjennomsnittlig organtall beregnet fra de ti første boltende T1 -plantene som ikke viste en overuttrykk -fenotype. (B) dager til bolting etter spiring for Ler planter, ult1-1 planter og ult1-1 planter som inneholder d35S :: ULT1 eller d35S :: ULT2 -konstruksjonen. Gjennomsnittlig antall dager til bolting ble beregnet fra de samme populasjonene av planter som ble brukt til blomsterorgeltellingen i (A) (n= 10 anlegg), og standardfeilen er angitt.

Redning av ult1-1 mutant fenotype av en ULT2transgen. (A) Floral orgelnummer i villtype Ler planter, ult1-1 planter og ult1-1 planter som inneholder d35S :: ULT1 eller d35S :: ULT2 -konstruksjonen. Grafen viser gjennomsnittlig antall organer i de ti første blomstene av 10 planter (n= 100 blomster), og standardfeilen er angitt. For de transgene linjene i ult1-1 med mutant bakgrunn, ble gjennomsnittlig organtall beregnet fra de første ti boltende T1 -plantene som ikke viste en overuttrykk -fenotype. (B) dager til bolting etter spiring for Ler planter, ult1-1 planter og ult1-1 planter som inneholder konstruksjonen d35S :: ULT1 eller d35S :: ULT2. Gjennomsnittlig antall dager til bolting ble beregnet fra de samme populasjonene av planter som ble brukt til blomsterorgeltellingen i (A) (n= 10 anlegg), og standardfeilen er angitt.

Identifikasjon av ult1 og ult2 T-DNA-alleler

For å undersøke hele spekteret av biologiske funksjoner for ULT1 og ULT2, har vi fått en innsettingsallel av hvert gen. De ult1-3 allel inneholder en T-DNA-innsetting i den første eksonen av ULT1, 155 bp etter startkodonet (fig. 2B). RT-PCR-eksperimenter viser det ult1-3 planter akkumuleres ikke ULT1 transkripsjoner (fig. 8A) og plasser ult1-3 allel som en nullallel. Blomsterstanden og blomsterfenotyper av planter som bærer ult1-3 mutasjon kan ikke skilles fra ult1-2 planter (fig. 1C, D, fig. 8B), noe som indikerer at ult1-2 EMS -linjen er en fenotypisk nullallel sannsynligvis på grunn av mangel på funksjonelt ULT1 -protein. WUS molekylær markøranalyse bekrefter at ult1-3 allel -fenokopier ult1-2allel (fig. 1K, L). I ult1-3 blomsterstander, er den gjennomsnittlige organiserende senterstørrelsen 7,62 ± 0,48 celler i bredden, 3,12 ± 0,33 celler i høyden og 18 ± 1,22 celler totalt. Disse verdiene er ikke vesentlig forskjellige fra ult1-2 (Fig. 1P). Overraskende nok ult1-1 EMS -mutasjon har en mer alvorlig effekt på blomsterstandens meristemstørrelse, WUS domeneutvidelse og blomsterorgannummer enn enten ult1-2 eller ult1-3 nullmutasjoner (Fig. 1B-D, J-L, P Fig. 8B). I tillegg, ult1-2 og ult1-3 mutante planter blomstrer bare to dager senere enn villtypen (fig. 8C), mens ult1-1 planter blir mer dramatisk påvirket, blomstrer opptil 2 uker senere enn planter av villtype.

ULT1 og ULT2 T-DNA-innsettingsalleler. (A) RT-PCR på vill type Ler, ult1-3 og ult2-1 T-DNA-innsetting mutante blomsterstander. ULT1 transkripsjoner kan forsterkes fra Ler(villtype) planter, men ikke fra ult1-3 planter, mens ULT2transkripsjoner ble oppdaget i villtype Col-0 og ult2-1/+heterozygote planter, men ikke i ult2-1 homozygote planter etter 40 PCR -sykluser. Etter 45 sykluser ble imidlertid et svakt signal som tilsvarer riktig skjøting ULT2 utskrift ble oppdaget i ult2-1homozygot kjørefelt. EF1a ble forsterket som en kontroll. Ytterligere kontrollforsterkningsreaksjoner ble kjørt med hvert sett med primere ved bruk av genomisk DNA (gDNA) som en mal. (B) Floral orgelnummer i Ler, ult1-1, ult1-2 og ult1-3 mutante planter. Grafen viser gjennomsnittlig antall organer i de ti første blomstene av 10 planter (n= 100 blomster), og standardfeilen er angitt. (C) Gjennomsnittlige dager til bolting etter spiring for Ler, ult1-1, ult1-2 og ult1-3 planter (n= 10 planter). Standardfeilen er angitt.(D) Floral orgelnummer i ult1-3 homozygote planter, ult1-1/+ heterozygote planter og ult1-1/ult1-3 planter. Graf viser gjennomsnittlig antall organer i de ti første blomstene til fire eller seks planter (n= 40 blomster for ult1-3 og n= 60 blomster for de andre genotypene), og standardfeilen er angitt. (E) Gjennomsnittlige dager til bolting etter spiring for ult1-3 homozygote planter, ult1-1/+ heterozygote planter og ult1-1/ult1-3 planter (n= 4 planter for ult1-3 og n= 6 blomster for de andre genotypene). Standardfeilen er angitt.

ULT1 og ULT2 T-DNA-innsettingsalleler. (A) RT-PCR på vill type Ler, ult1-3 og ult2-1 T-DNA-innsetting mutante blomsterstander. ULT1 transkripsjoner kan forsterkes fra Ler(villtype) planter, men ikke fra ult1-3 planter, mens ULT2transkripsjoner ble oppdaget i villtype Col-0 og ult2-1/+heterozygote planter, men ikke i ult2-1 homozygote planter etter 40 PCR -sykluser. Etter 45 sykluser ble imidlertid et svakt signal som tilsvarer riktig skjøting ULT2 utskrift ble oppdaget i ult2-1homozygot kjørefelt. EF1a ble forsterket som en kontroll. Ytterligere kontrollforsterkningsreaksjoner ble kjørt med hvert sett med primere ved bruk av genomisk DNA (gDNA) som en mal. (B) Floral orgelnummer i Ler, ult1-1, ult1-2 og ult1-3 mutante planter. Grafen viser gjennomsnittlig antall organer i de ti første blomstene av 10 planter (n= 100 blomster), og standardfeilen er angitt. (C) Gjennomsnittlige dager til bolting etter spiring for Ler, ult1-1, ult1-2 og ult1-3 planter (n= 10 planter). Standardfeilen er angitt. (D) Floral orgelnummer i ult1-3 homozygote planter, ult1-1/+ heterozygote planter og ult1-1/ult1-3 planter. Graf viser gjennomsnittlig antall organer i de ti første blomstene til fire eller seks planter (n= 40 blomster for ult1-3 og n= 60 blomster for de andre genotypene), og standardfeilen er angitt. (E) Gjennomsnittlige dager til bolting etter spiring for ult1-3 homozygote planter, ult1-1/+ heterozygote planter og ult1-1/ult1-3 planter (n= 4 planter for ult1-3 og n= 6 blomster for de andre genotypene). Standardfeilen er angitt.

De ult2-1 allel inneholder en T-DNA-innsetting i intronen til ULT2, 408 bp etter startkodonet. Fordi et svakt bånd som tilsvarer riktig skjøtet ULT2 cDNA kan forsterkes fra blomsterstandsvev fra noen homozygote mutante individer etter 45 sykluser med RT-PCR, kan vi ikke konkludere med at ult2-1 er en null -allel (fig. 8A). ult2-1mutante planter viser ingen blomsterstand eller blomst fenotyper, og kan ikke skilles fra villtype planter (data ikke vist). Å avgjøre om tilstedeværelsen av ULT2 -protein er nødvendig for riktig reproduktiv meristemaktivitet, vil stole på identifisering og analyse av et ekte nullallel for ULT2 locus.

ULT1-1-mutantproteinet har semi-dominerende effekter

Fordi det ult1-1 mutant fenotype er mer dramatisk enn den til ult1-3 null mutant, analyserte vi effekten av ult1-1mutasjon i heterozygote -tilstanden. ult1-1 oppfører seg som en liten semi-dominant allel når heterozygot: av 18 ult1-1/+ planter scoret, fem hadde fem kelkblad og/eller kronblad i den første eller to blomstene og en hadde seks kronblader i den første blomsten. Alle ult1-1/+ planter er villtype når det gjelder støv- og karpelnummer og blomsterbestemmelse, noe som indikerer at ult1-1 mutasjon er recessiv med hensyn til disse egenskapene.

For å teste om den semi-dominerende effekten av ULT1-1-mutantproteinet er endret i fravær av villtype ULT1-protein, sammenlignet vi blomsterorgantallet og blomstringstidens fenotyper av ult1-1/+ planter med de av ult1-1/ult1-3 planter. Vi fant det ult1-1/ult1-3 planter er hardere påvirket enn noen av dem ult1-3 homozygote planter eller ult1-1/+ heterozygote planter med hensyn til tallblad/kronblad og også blomstringstid (fig. 8D, E). Dermed forbedrer eliminering av villtype ULT1-protein effekten av ult1-1 mutasjon på blomstringstid og på blomsterorgannummer i de to ytterste hvirvlene.

Nedregulering av begge ULT-gener fører til tidlig arrestasjon av den vegetative SAM

Antisense -anlegg som bærer en d35S :: ULT1 AS -konstruksjon generert i Ler villtype-bakgrunn viser en dramatisk reduksjon i nivået av begge ULT1 og ULT2 transkripsjoner (fig. 9A). Noen planter fra antisense-linjene klarer ikke å spire (data ikke vist), mens resten viser en rekke skyte- og blomstermeristemfeil (fig. 9B-I).

Fenotyper av ULT antisense (AS) linjer. (A) RT-PCR på blomsterstander av de minst berørte ULT AS-plantene (de som viser blomstfenotypene illustrert i G-I). Uttrykket til begge ULT1 og ULT2 er nedregulert. EF1a ble forsterket som en kontroll. (B) Vegetative fenotyper av de mest alvorlig berørte ULT AS -linjene. Plantene ble gruppert i tre klasser basert på deres SAM -termineringsfenotyper (klasse 1 -anlegg avsluttes tidligst). Ta høydepunkter med skarpt felt (første rad), SEM-bilder (andre rad) og lengdesnitt (tredje rad) er vist for 7 dager gamle villtype Ler frøplanter og 14 dager gamle ULT AS-frøplanter. (CE) Reproduktive fenotyper av ULT AS-linjene. (C) Seks uker gammel Ler planter. (D, E) Seks uker gamle ULT AS-planter som viser redusert blomstertall og for tidlig arrestasjon av de aksillære blomsterstandens meristemer. (F-I) Blomstfenotyper av de minst berørte ULT AS-linjene. (F) Ler blomst. (G) ULT AS blomst med ekstra blader og kronblad. (H) Siliques fra en Ler blomst og fra en ULT AS blomst med ekstra karpeller. (I) Silikk fra en ULT AS -blomst dissekert åpen for å avsløre tilstedeværelsen av en femte hvirvelkarpeloidstruktur som utvikler seg inne i den fjerde virvelen (pilen). Målestenger: 20μm.

Fenotyper av ULT antisense (AS) linjer. (A) RT-PCR på blomsterstander av de minst berørte ULT AS-plantene (de som viser blomstfenotypene illustrert i G-I). Uttrykket til begge ULT1 og ULT2 er nedregulert. EF1a ble forsterket som en kontroll. (B) Vegetative fenotyper av de mest alvorlig berørte ULT AS -linjene. Plantene ble gruppert i tre klasser basert på deres SAM -termineringsfenotyper (klasse 1 -anlegg avsluttes tidligst). Ta høydepunkter med lysfelt (første rad), SEM-bilder (andre rad) og langsgående seksjoner (tredje rad) er vist for 7 dager gamle villtype Ler frøplanter og 14 dager gamle ULT AS-frøplanter. (CE) Reproduktive fenotyper av ULT AS-linjene. (C) Seks uker gammel Ler planter. (D, E) Seks uker gamle ULT AS-planter som viser redusert blomstertall og for tidlig arrestasjon av de aksillære blomsterstandens meristemer. (F-I) Blomstfenotyper av de minst berørte ULT AS-linjene. (F) Ler blomst. (G) ULT AS blomst med ekstra blader og kronblad. (H) Siliques fra en Ler blomst og fra en ULT AS -blomst med ekstra karpeller. (I) Silikk fra en ULT AS -blomst dissekert åpen for å avsløre tilstedeværelsen av en femte hvirvel -karpeloidstruktur som utvikler seg inne i den fjerde virvelen (pilen). Målestenger: 20μm.

De sterkest berørte plantene har sterkt uorganiserte SAM -er som ligner de på fas1 eller fas2 planter (Leyser og Furner, 1992 Kaya et al., 2001), med sterkt avvikende lateral organinitiering (fig. 9B). Selv om L.er villtype frøplanter utvikler fire sanne blader etter 7 dagers utvikling, ULT AS frøplanter har dannet bare to sementblad (klasse 1), to knapt utviklede filamentøse blader (klasse 2) eller to til tre stunted blader (klasse 3) etter 14 dager med utvikling (Fig. 9B, første rad). Viltypen SAM er en kuppelformet struktur som produserer laterale organer i en vanlig fylotaksi, men ingen meristematisk struktur kan påvises mellom de to cotyledonene i klasse 1 ULT AS-planter (pilspiss). Klasse 2 -planter starter bladprimordia med en sterkt redusert hastighet, og deres SAM er veldig små og flate (stjerne), mens klasse 3 -planter produserer små blad primordia (pilspisser) rundt en redusert SAM sammensatt av få forstørrede celler (fig. 9B, andre rad ). Sammenligning av seksjoner gjennom 7 dager gammel Ler og 14 dager gamle ULT AS-frøplanter (fig. 9B, tredje rad) viser at klasse 1 og klasse 2 AS-frøplanter mangler mer enn noen få meristematiske celler (pilspisser). Seksjoner gjennom klasse 3 ULT AS skyteapper avslører en liten gruppe forstørrede celler som ikke er organisert i lag som i villtypen. Etter avslutningen av den primære SAM starter noen ULT AS-planter aksillære meristemer, som genererer en eller flere blomsterstander (fig. 9D) mye senere enn planter av villtype (fig. 9C). Disse aksillære blomsterstanden meristemer kan også arrestere på forhånd, etter produksjon av et par blomster (fig. 9E).

De minst alvorlig berørte ULT AS -plantene produserer blomster som ligner de av ult1-2 mutanter (fig. 9F-I). Disse plantene danner blomster med mange blomsterorganer (fig. 9G) sammenlignet med ville planter (fig. 9F). Fem blader og fem kronblad er observert i noen blomster (fig. 9G), og andre danner opptil fire karpeller (fig. 9H). Blomster fra ULT AS -linjene viser også et delvis tap av bestemmelse, ved at overflødige karpeller kan utvikle seg som femte hvirvelstrukturer i den fjerde hvirvelgynoecium (fig. 9I, pil).


Stengelvekst

Vekst i planter skjer når stilkene og røttene forlenges. Noen planter, spesielt de som er treaktige, øker også i tykkelse i løpet av levetiden. Økningen i lengden på skuddet og roten blir referert til som primær vekst, og er et resultat av celledeling i det skyte -apikale meristemet. Sekundær vekst er preget av en økning i tykkelse eller omkrets av planten, og er forårsaket av celledeling i lateral meristem. Figur 4 viser områdene med primær og sekundær vekst i et anlegg. Urteplanter gjennomgår for det meste primærvekst, med nesten ingen sekundærvekst eller tykkelse. Sekundær vekst eller "tre" er merkbar i woody planter, det forekommer i noen dicots, men forekommer veldig sjelden i monocots.

Figur 4. I treaktige planter etterfølges primærvekst av sekundærvekst, noe som gjør at plantestammen kan øke i tykkelse eller omkrets. Sekundært vaskulært vev tilsettes når planten vokser, samt et korklag. Barken til et tre strekker seg fra det vaskulære kambium til epidermis.

Noen plantedeler, for eksempel stengler og røtter, fortsetter å vokse gjennom hele plantens liv: et fenomen som kalles ubestemt vekst. Andre plantedeler, som blader og blomster, viser en bestemt vekst, som opphører når en plantedel når en bestemt størrelse.

Primær vekst

Mest primærvekst skjer ved apene eller tipsene på stilker og røtter. Primær vekst er et resultat av raskt delende celler i de apikale meristemene ved skuddspissen og rotspissen. Påfølgende celleforlengelse bidrar også til primær vekst. Veksten av skudd og røtter under primærvekst gjør at plantene kontinuerlig kan søke vann (røtter) eller sollys (skudd).

Den apikale knoppens innflytelse på den totale planteveksten er kjent som apikal dominans, noe som reduserer veksten av aksillære knopper som dannes langs sidene av grener og stilker. De fleste nåletrær viser sterk apikal dominans, og produserer dermed den typiske koniske juletreformen. Hvis den apikale knoppen fjernes, begynner aksillærknoppene å danne sidegrener. Gartnere bruker dette faktum når de beskjærer planter ved å kutte toppen av grener, og oppmuntrer dermed akselknoppene til å vokse ut, noe som gir planten en busket form.

Sekundær vekst

Økningen i stammetykkelsen som skyldes sekundær vekst skyldes aktiviteten til laterale meristemer, som mangler i urteaktige planter. Laterale meristemer inkluderer det vaskulære kambium og, i treaktige planter, korkkambiet (se figur 4).

Figur 5. Linser på barken av dette kirsebærtreet gjør at den treaktige stammen kan utveksle gasser med atmosfæren rundt. (kreditt: Roger Griffith)

Det vaskulære kambium ligger like utenfor det primære xylem og til det indre av det primære floem. Cellene i det vaskulære kambium deler seg og danner sekundær xylem (trakeider og karelementer) til innsiden, og sekundært floem (silelementer og ledsagerceller) til utsiden. Tykkelsen av stammen som oppstår i sekundær vekst skyldes dannelsen av sekundært floem og sekundært xylem av det vaskulære kambium, pluss virkningen av korkkambium, som danner det tøffe ytterste laget av stammen. Cellene i det sekundære xylemet inneholder lignin, som gir hardhet og styrke.

I treaktige planter er korkkambium det ytterste laterale meristemet. Den produserer korkceller (bark) som inneholder et voksaktig stoff kjent som suberin som kan avvise vann. Barken beskytter planten mot fysisk skade og bidrar til å redusere vanntap. Korkkambiet produserer også et lag med celler kjent som phelloderm, som vokser innover fra kambiet. Korkkambium, korkceller og phelloderm kalles samlet periderm. Periderm erstatter epidermis i modne planter. I noen planter har periderm mange åpninger, kjent som lenticeller, som lar de indre cellene utveksle gasser med atmosfæren utenfor (figur 5). Dette leverer oksygen til de levende og metabolsk aktive cellene i cortex, xylem og phloem.

Årlige ringer

Figur 6. Tretilveksten øker om sommeren og minker om vinteren, og gir en karakteristisk ring for hvert år med vekst. Sesongmessige endringer i værmønstre kan også påvirke veksthastigheten - vær oppmerksom på hvordan ringene varierer i tykkelse. (kreditt: Adrian Pingstone)

Aktiviteten til det vaskulære kambium gir opphav til årlige vekstringer. I løpet av vårens vekstsesong har cellene i det sekundære xylemet en stor indre diameter og deres primære cellevegger er ikke tykkere i stor grad. Dette er kjent som tidlig tre eller vårved. I løpet av høstsesongen utvikler det sekundære xylem fortykkede cellevegger og danner senved eller høstved, som er tettere enn tidlig tre. Denne vekslingen av tidlig og sent trevirke skyldes i stor grad en sesongmessig nedgang i antall fartøyelementer og en sesongmessig økning i antall trakeider. Det resulterer i dannelsen av en årring, som kan sees på som en sirkulær ring i tverrsnittet av stammen (figur 6). En undersøkelse av antall årringer og deres art (for eksempel størrelse og celleveggtykkelse) kan avsløre treets alder og de rådende klimatiske forholdene i hver sesong.


Apikal Meristem -struktur

Det apikale meristemet ligger like under rotdekselet i røttene, som vist på bildet nedenfor. Den faktiske apikale meristem er en klynge av tett pakket og udifferensierte celler. Fra disse cellene kommer all den forskjellige cellestrukturen som planten bruker. En udifferensiert apikal meristemcelle vil dele seg igjen og igjen og sakte bli en spesialisert celle.


Hvor produseres cytokininer i planter?

Cytokininer er mer utbredt i utvikling av vev og organer, for eksempel rotspiss, skuddtopp, kambium og umodne organer, og først ble det antatt at cytokininer syntetiseres i disse begrensede vevene og organene. Nylige studier gir oss imidlertid innsikt i cytokininproduserende og -nedbrytende nettsteder. Det er syv IPT gener (IPT1 og IPT3IPT8), to CYP735A gener (CYP735A1 og A2), syv funksjonelle LOGG gener (LOG1LOG5, LOG7 og LOG8) og syv CKX gener (AtCKX1AtCKX7) i Arabidopsis [3]. Disse genfamiliene viser forskjellige ekspresjonsmønstre [27, 29, 31–33]. Spesielt, IPT3 uttrykkes i floemet i både røtter og luftorganer, noe som tyder på at forløperen til cytokininer av iP-typen kan syntetiseres i et bredt spekter av plantedeler [27, 29] (fig. 4). På den andre siden, CYP735A er hovedsakelig uttrykt i rotkar [31]. Slik romlig fordeling av IPT genet og CYP735A uttrykk forårsaker den foretrukne syntesen av tZ i røtter og av iP i skudd. Uttrykk av LOGG genfamilie dekker nesten alle organer. Dermed kan aktiveringstrinnet for cytokininsyntese forekomme uansett hvor LOGG gener uttrykkes [32]. Disse uttrykksmønstrene antyder at cytokininer spiller roller i både langdistanse og lokal signalering.

Romlige uttrykksmønstre av IPT3 og CYP735A2 i Arabidopsis. Romlige uttrykksmønstre av IPT3 og CYP735A2 er angitt i rød og blå, henholdsvis. IPT3 er hovedsakelig uttrykt i floem, og CYP735A2 i rotkar. tZR er hovedformen for xylem-cytokininer, og iPR og cZR finnes i floem [40], noe som antyder at cytokininer av iP-type og tZ-type transporteres retningsbestemt mellom organer. De Arabidopsis bildet er modifisert fra Sowerby et al. [53]


Riste

Laboratoriet vårt bruker genetikk for å studere planteutvikling. Vi er interessert i å identifisere genene som styrer plantearkitekturen og bestemme virkningsmekanismen. Plantekitektur er resultatet av aktiviteter av meristemer, og derfor har laboratoriet vårt et sterkt fokus på regulering av meristemaktivitet. Vi kjennetegner mutanter som påvirkes i vegetative og/eller blomsterstandskytemeristemer. Genene identifiseres gjennom posisjonell kloning og studeres ved hjelp av et batteri av molekylære teknikker. Mais er vår modellorganisme, men vi studerer ofte et gen eller trekk i andre gress som f.eks Brachypodium og Setaria . Laboratorieforskningen faller inn i tre kategorier: 1) å forstå rollen og reguleringen av knyttede1-lignende (knox) homodomain-transkripsjonsfaktorer, 2) identifisere gener som regulerer blomsterstandsarkitektur hos mais og tørkens innvirkning på blomsterstandens meristemer, 3) å bestemme den cellulære signalmekanismer som mønster et maisblad.

Utdanningsbakgrunn:

Knoxgeners rolle i mais og andre arter

Knotted1-lignende homeobox (knox) gener uttrykkes i meristemer og er spesifikt nedregulert når blad primordia starter. Dominerende mutanter eksisterer hos mais som misexpress knox-gener i blader, noe som fører til slående proximal-distale defekter. Resessive knox -mutanter i mais, ris og Arabidopsis klarer ikke å utarbeide et skudd, og avslører dermed en funksjon for knox -gener i meristemet. Vi har identifisert målene for KNOTTED1 i mais og utfører lignende eksperimenter med ris og sorghum. De fleste hormonveiene er regulert av KN1. Det nåværende målet er å bestemme hvilke mål som er mest kritiske i meristemet og hvilke mål som er involvert i bladmønsterdefekten.Vi søker også å forstå kromatinkonteksten til KN1 -regulering.


En dominant Knotted1 -mutant som er et resultat av en transposoninnsetting i intronet. De normalt glatte bladene har støt (knuter) som skyldes at bladceller adopterer skjede.

Blomstringsarkitektur i mais og annet gress

Nesten alle gressene er preget av spikelet, en kort gren som inneholder blomstermeristemer. Mangfoldet i gressene gjenspeiler variasjon i organisering av spikelets som til slutt stammer fra aktiviteter av meristemer. Med NSF -støtte identifiserte vi mange av genene som regulerer blomsterstandsarkitektur hos mais. Disse genene er definert av deres mutante fenotyper. Målet vårt nå er å spørre hvordan tørke påvirker uttrykk for disse hovedregulerende genene og å identifisere gener som er ansvarlige for det naturlige mangfoldet i maisblomstringsarkitektur.

Et skannende elektronmikrograf av en øret primordia som viser rader med spikelet meristemer, som hver vil utvikle seg til en kjerne.

Posisjonssignalering i utvikling av maisblad

Maisbladet gir en unik mulighet til å studere hvordan celler reagerer på posisjonen sin og differensierer deretter. Den proksimale delen av maisbladet er kappen, et vev som vikles rundt kulmen. Den distale delen av bladet er bladet, som ligger flatt for å optimalisere fotosyntesen. I krysset mellom kappen og bladet er liguleområdet. I tillegg til denne store proksimal-distale aksen, er de abaksiale-adaksiale og mediale-laterale aksene også definert av forskjellige celletyper og vevsorganisasjon. Hvordan disse aksene er etablert og koordinert er ikke kjent. Vi bruker maismutanter for å identifisere genene som regulerer dette koordinatsystemet.


Forsiden (abaksial overflate) og bakside (adaxial overflate) på et maisblad.

Tsuda, K. Kurata, N. Ohyanagi, H. og Hake, S. (2014) Genome-Wide Study of KNOX Regulatory Network avslører Brassinosteroid katabolske gener som er viktige for Shoot Meristem-funksjon i ris. Plantecelle 26: 3488-500.

Lewis MW, Bolduc N, Hake K, Htike Y, Hay A, Candela H, Hake S. (2014) Genregulerende interaksjoner ved laterale organgrenser i mais. Genregulerende interaksjoner ved laterale organgrenser hos mais. Utvikling 141: 4590-7.

Thompson BE, Basham C, Hammond R, Ding Q, Kakrana A, Lee TF, Simon SA, Meeley, R, Meyers, BC og Hake, S. (2014) Dicerlike-1-homologen, uklar dusk, er nødvendig for forskriften av meristems determinans i blomsterstanden og vegetativ vekst hos mais. Plantecelle 2. des.

Eveland, AL, Goldshmidt, A., Pautler, M., Morohashi, K., Liseron-Monfils, C., MW, L., Kumari S, Hiraga S, Yang F, Unger-Wallace E, Olson A, Hake S , Vollbrecht E, Grotewold E, Ware D og Jackson, D. (2014). Reguleringsmoduler som styrer maisblomstringsarkitektur. Genom Res.24: 431-43.

Bolduc, N. Tyers, R. Freeling, M. Hake, S. (2014) Ujevne oppsigelser i KNOX -gener. Plantefysiologi 164: 229-38

O'Connor, DL, Runions, A., Sluis, A., Bragg, J., Vogel, J. Prusinkiewicz, P. Hake, S. A Division in PIN-Mediated Auxin Patterning Under Organ Initiation in Grasses (2014) Plos Beregningsbiologi 30. januar 2014.

Moon, J. Candela, H. og Hake, S. 2012. Den liguløse smale mutasjonen påvirker proksimal-distal signalering og bladvekst. Utvikling 140: 405-412.

Bolduc, N., Yilmaz, A., Mejia-Guerra, MK, Morohashi, K., O'Connor, D., Grotewold, E. og Hake, S. 2012. Avvikling av KNOTTED1-reguleringsnettverket i maismeristemer Genes & amp Utvikling 26: 1685-1690.

Chuck, G., Tobias, C., Sun, L., Kraemer, F., Li, C., Dibble, D., Arora, R., Bragg, JN, Vogel, JP, Singh, S., Simmons, B., Pauly, M., Hake, S. (2011) Overuttrykk av mais Corngrass1 microRNA forhindrer blomstring, forbedrer fordøyeligheten og øker stivelsesinnholdet i switchgrass PNAS 108: 17550-17555.

Johnston, R., Candela, H., Hake, S. Foster, T. (2010) Maisen milkweed pod1 mutant avslører en mekanisme for å modifisere organmorfologi. 1 Mosebok 48: 416-423.

Chuck, G. Whipple, C., Jackson, D. og Hake, S. (2010) Mais SBP-box transkripsjonsfaktoren kodet av tasselsheath4 regulerer utviklingen av skovelbladene og etablering av meristemgrenser. Utvikling 137: 1243-1250

Ramirez, J. Bolduc, N., Lisch, D. og Hake, S. (2009) Distalt uttrykk for knuten1 i maisblader fører til reetablering av proksimalt/distalt mønster og bladdisseksjon. Plantefysiologi 151: 1878-88.

Thompson, B., Bartling, L., Whipple, C., Hall, D. Schmidt, R, og Hake, S. (2009) skjegget øre koder for en MADS-box transkripsjonsfaktor som styrer blomstermeristemidentitet og determinans hos mais . Plantecelle 21: 2578-90.

Bolduc, N. og Hake, S. (2009) Mais -transkripsjonsfaktoren KNOTTED1 regulerer gibberellinkatabolismgenet ga2ox1 direkte. Plantecelle 21: 1647-58.

Chuck G, Meeley R, Hake S. (2008) Floral meristem initiering og meristem celle skjebne reguleres av mais AP2 gener ids1 og sid1. Utvikling 135: 3013-9.

Candela, H. Johnston, R., Gerhold, A., Foster, T. og Hake, S. (2008) The milkweed pod1-genet koder for et KANADI-protein som er nødvendig for abaksial-adaksial mønster i maisblader. Plantecelle 20: 2073-2087.

Magnani, E. og Hake, S. (2008) KNOX mistet OX: Arabidopsis KNATM -genet definerer en ny klasse av KNOX -transkripsjonsregulatorer som mangler homeodomain. Plantecelle 20: 875-887.

Chuck, G. Meeley, R. Irish, E., Sakai, H. Hake, S. (2007) Tasselseed4 microRNA av mais styrer meristemcelles skjebne og kjønnsbestemmelse ved å målrette mot det ubestemte spikelet1/Tasselseed6 -genet. Nature Genetics 12: 1517-1521 PDF 448k

McSteen, P., Malcomber, S. Skirpan, A., Lunde, C., Wu, X., Kellogg, E. og Hake, S. (2007) ufruktbar blomsterstand2 koder for en ko-ortolog av PINOID serin/treoninkinase og er nødvendig for organogenese under blomsterstand og vegetativ utvikling hos mais. Plant Phys. 144: 100-11.

Chuck, G, Cigan, M., Saeteurn, K. Hake, S. (2007) Den heterokroniske maismutanten Corngrass1 skyldes overuttrykk av et tandem -mikroRNA. Nature Genetics, 39: 544-549. PDF 448k

Bortiri, E., Chuck, G., Vollbrecht, E., Rocheford, T., Martienssen, R., Hake, S. ramosa2 koder for et LATERAL ORGAN BOUNDARY -domeneprotein som bestemmer skjebnen til stamceller i grenmeristemer av mais. Plante-celle. 2006 Mar18 (3): 574-85. PDF 448k

Bommert, P., Lunde, C., Nardmann, J., Vollbrecht, E., Running, M., Jackson, D., Hake, S. og Werr, W. (2005) tykk duskdverg1 koder for en antatt maisortolog av Arabidopsis CLAVATA1 leucinrik gjentatt reseptorlignende kinase. Utvikling 132: 1235-1245.

Hake, S. Smith, H. M. S., Magnani, E., Holtan, H., Mele, G. og Ramirez, J. (2004) Knoxgeners rolle i planteutvikling. Årlig gjennomgang av celle- og utviklingsbiologi. 20: 125-151

Magnani E, Sjolander K, Hake S. (2004) Fra endonukleaser til transkripsjonsfaktorer: utvikling av AP2 DNA -bindingsdomenet i planter. Plantecelle 16: 2265-77.

Medlem - ARS Hall of Science - 2013
Årets seniorforsker i ARS - 2011
Fellow - American Association for the Advancement of Science - 2009
Medlem - National Academy of Sciences - 2009
Stephen Hales -prisen - American Society of Plant Biology - 2008
Jeanette Siron Pelton Award - Botanical Society of America - 1996


Tilleggsfil 1: Figur S1.

Skill mellom soner ved skyteenden, basert på krumning. Fra krumningskartet kunne grensen (B) gjenkjennes av den negative gaussiske krumningen (lysegrønn til blå). Organer (O) ligger utenfor grensene og viser svært positiv gaussisk krumning (oransje til rød). Gamle organer ble ekskludert fra analysen. Meristemet ble delt inn i sentral sone (CZ) og perifer sone (P), forutsatt at tykkelsen på perifer sonering er omtrent lik diameteren på den sentrale sonen. (PNG 167 kb)

Tilleggsfil 2: Tabell S1.

Prøvestørrelse og statistisk analyse. (ODS 5 kb)

Tilleggsfil 3: Tabell S2.

Rådata (relativ signalintensitet) for individuelle apiser. (ODS 5 kb)

Tilleggsfil 4: Figur S2.

Variabelt auxin-mønster i NPA-behandlede planter som uttrykker DII-Venus. Skyt apikale meristemer fra frøplanter vokst på NPA-holdig medium fra spiring. Ved t = 0 t ble plantene tatt av stoffet. Skala bar, 20 μm. (JPG 1268 kb)